Питательные среды

наиболее характерные признаки определенного вида микроорганизмов, что, в свою очередь, определяет возможность отличать одни виды от других.

Дифференцирующие свойства сред определяют и с использованием ассоциаций культур, включающих исследуемые и какие-либо другие виды микроорганизмов.

По четкости отличий колоний (культуральных признаков) исследуемых видов микроорганизмов от колоний ассоциантов, выросших на контролируемой среде, определяют и уровень специфичности ее дифференцирующих свойств.

Среды, обладающие дифференцирующими свойствами, издавна и широко используются в санитарной и медицинской микробиологии для быстрой идентификации отельных групп микроорганизмов. Так, например, на известной среде Эндо легко идентифицировать бактерии из рода Escherichia, так как они, в отличие от других бактерий, на этой среде образуют яркомалиновые колонии с металлическим блеском.

Скорость роста микроорганизмов в значительной степени зависит от питательной ценности среды, ее доброкачественности –– на качественной среде она выше, чем на менее качественной.

Скорость микробного роста определяют по минимальному времени (час) инкубации посевов, по истечении которого появляется видимый невооруженным глазом рост культур во всех засеянных пробирках с жидкими или полужидкими средами или формируются типичные колонии на агаризованных средах в чашках Петри.

Наблюдения за ростом микроорганизмов на плотных и полужидких питательных средах проводят через 12, 18, 24, 48 часов инкубации, а на жидких несколько раньше –– через 3 – 6, 12 ч и далее.

Ингибирующее действие питательных сред определяют как степень подавления посторонней микрофлоры и выражают величиной отношения среднего количества колоний, образовавшихся на исследуемой («ингибиторной») среде, к среднему количеству колоний, выросших на контрольной среде –– среде выращивания, либо к расчетному количеству посеянных бактерий.

Показатель ингибиции можно оценивать и по величине посевной дозы КОЕ (количество колониеобразующих единиц), рост которых полностью подавляется на испытуемой среде при одновременном наличии роста на среде выращивания.

При биологическом контроле питательных сред часто определяют и воспроизводимость их показателей. Воспроизводимость оценивают по частоте совпадения результатов при повторных испытаниях сред с теми же тест-штаммами и в тех же условиях и выражают в %.

В качестве альтернативного метода биологического контроля питательных сред в практике иногда применяют метод, основанный на использовании в качестве контрольных сред среды с известными положительными свойствами (высококачественные среды) и ранее применяемые, апробированные в лаборатории. Сравнительный анализ показателей испытуемой среды с аналогичными показателями контрольной, как правило, бывает полезен при оценке пригодности для использования испытуемой среды.

Условия и сроки хранения питательных сред

Возможность длительного хранения питательных сред при одновременном сохранении комплекса свойств, позволяющих использовать их по назначению, зависит от многих факторов. К ним, в частности, относятся тип среды, технология и условия приготовления, качество исходных компонентов, способ стерилизации, вид и качество посуды, способ фасовки, условия хранения.

Из вышеуказанных факторов наименее изученными являются условия и сроки хранения сред. Вопросам хранения питательных сред и, прежде всего, сред лабораторного изготовления до настоящего времени уделяется неоправданно мало внимания. Тем не менее, имеющаяся научная информация и большой опыт практической работы с питательными средами позволили исследователям сформулировать ряд рекомендаций, которых следует придерживаться при решении этих вопросов.

Условия и сроки хранения лабораторных сред

Стерильные лабораторные среды не рекомендуется долго хранить, так как при этом они подвергаются высыханию. И это, прежде всего, относится к средам, расфасованным в пробирки,

колбы и другие сосуды, закрытые ватно-марлевыми пробками, в чашки Петри. При высыхании среды становятся более концентрированными, а, следовательно, изменяются их состав и свойства. Кроме того, на поверхности агаризованных сред в пробирках, чашках Петри возникает недостаток влаги, который обычно устраняют повторным нагреванием среды. Однако этот прием может оказать негативное действие на свойства среды и, к тому же, возможен лишь в том случае, если среда не содержит термолабильных компонентов.

При хранении жидких питательных сред в них не только повышается концентрация компонентов из-за высыхания, но и снижается рН в результате поглощения средой из воздуха диоксида углерода. В силу этого жидкие среды перед посевом иногда нагревают на водяной бане или текучим паров в течение нескольких минут для удаления растворенных газов. Такой процедуре подвергают и среды, предназначенные для культивирования анаэробных микроорганизмов с целью удаления растворенного в них кислорода воздуха.

Кроме вышеуказанных факторов, снижающих качество готовых питательных сред при длительном их хранении, негативное действие могут оказывать и химические реакции, постоянно протекающие в среде.

Максимальный срок хранения готовых сред зависит от типа сред, лабораторной посуды, в которую они разлиты, от способа их укупорки.

Важными условиями, которые необходимо соблюдать при хранении сред, являются температуры, отсутствие света и повышенной влажности.

Подавляющее большинство питательных сред хранят при температуре от 2 до 25 о С. Некоторые среды, в том числе содержащие кровь, антибиотики, витамины и другие органические добавки, хранят в холодильнике при температуре не выше 4 – 6 о С.

Так как многие красители, индикаторы и факторы роста светочувствительны, среды, как правило, хранят в защищенном от света месте. Повышенная влажность обуславливает возможность инфицирования сред мицелиальными грибами, которые быстро развиваются на увлажненных ватных пробках и через них проникают в сосуд со средой.

Условия и сроки хранения сухих питательных сред

Хранение сухих питательных сред отличается простотой, при этом хранится они могут длительное время.

Основными условиями хранения, так же как и для других сред, являются температура, отсутствие света и влажности.

Многие из сухих сред рекомендуется хранить при комнатной температуре в защищенном от света месте и при пониженной влажности воздуха. Избегать влажности особенно важно для сред, представляющих собой гигроскопичные порошки. Увлажнение приводит к изменению их внешнего вида (более темная окраска, комкование, «сплавление» и т.д.) и свойств, а часто и к порче.

Продолжительность сохранения сухих питательных свойств без снижения качества зависит от их состава, качества исходных компонентов, технологии изготовления, фирмы-изготовителя и др.

Так сухие среды фирмы Oxoid, за некоторым исключением, при надлежащем способе хранения, имеют срок годности 5 лет; порошковидные среды фирмы Merck (ФРГ) –– 1 год, а в виде гранул –– 3 года.

Сухие питательные среды фирмы Sevac (Чехословакия) рекомендуется хранить в сухом темном месте в течение 3 лет.

На упаковке сред имеется маркировка, в которой кроме вида среды, состава, рН, условий стерилизации, даты изготовлен, указывается и срок ее хранения.

Среды, хранящиеся более указанного срока, перед использованием необходимо контролировать по физико-химическим и биологическим признакам.

ГЛАВА 5. СТЕРИЛИЗАЦИЯ ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕД

В микробиологии используют, как правило, только стерильные питательные среды.

В настоящее время известно много способов их стерилизации, которые разделяют на две основные группы: термическую и холодную стерилизацию.

Из термических способов наиболее широко используются стерилизация насыщенным паром под давлением (автоклавирование), стерилизация текучим паром, тиндализация и кипячение.

Стерилизация насыщенным паром под давлением –– один из наиболее эффективных методов, основанный на прогревании субстрата насыщенным паром в автоклавах –– аппаратах, работающих под давлением выше атмосферного, так как с повышением давления пара повышается и его температура (табл.3).

Избыточное давление, атм

Совместное действие высокой температуры и пара обеспечивает надежность стерилизации: при автоклавировании погибают и вегетативные клетки, и споры микроорганизмов.

Среды, предназначенные для стерилизации в автоклаве, наливают не выше половины высоты сосуда, сосуд закрывают ватно-марлевой пробкой или резиновой пробкой, которую завальцовывают.

Температура и длительность автоклавирования определяются прежде всего составом питательной среды. Обычно стерилизация проводится при температуре 121 о С в течение 15 минут. Тем не менее необходимо помнить, что такая стерилизация не всегда является безвредной для питательной среды: длительное автоклавирование при повышенном давлении часто приводит к гидролизу в ее составе некоторых питательных компонентов.

Питательные среды, в составе которых имеются термолабильные вещества, стерилизуют при более низких температурах и давлении –– 112 о С (т.е. 0,5 атм) в течение 15 мин. При таком режиме стерилизуют, например, среды, содержащие углеводы, пивное сусло, некоторые витамины, молоко, желатин.

При выборе режима стерилизации необходимо учитывать не только состав среды, но и уровень ее кислотности или щелочности –– рН. В случае кислой реакции или повышенной щелочности могут подвергаться гидролизу полимерные компоненты среды. Так, при стерилизации в автоклаве среды, содержащей желатин, при рН ниже 6,0 происходит пептонизация желатина, в результате чего среда не затвердевает даже при охлаждении. При рН ниже 5,0 частично гидролизуется и агар-агар, утрачивая свойство образовывать плотный гель. В процессе стерилизации среды, имеющей щелочную реакцию, карамелизуются углеводы, выпадают в осадок соли некоторых металлов.

Чтобы избежать подобных явлений, желательно стерилизовать среды при нейтральном значении рН, а после автоклавирования подкислить или подщелочить их с помощью стерильных растворов кислот или щелочей соответственно. Кроме того, некоторые компоненты среды стерилизуют при таком значении рН и таком режиме, при которых они практически не изменяются, а затем их добавляют стерильно в среды в нужном количестве.

На всех этапах процесса стерилизации необходимо вести контроль за режимом по таким критериям, как давление и температура. Для наблюдения за давлением в автоклаве пользуются манометрами, которые периодически проходят поверку.

Для контроля за температурой пользуются химическими термотестами, которые представляют собой вещества, изменяющие свой цвет и(или) физическое состояние после воздействия определенной температуры. Запаянные ампулы с порошком, смешанным с краской,

или вещества, плавящиеся только при определенной температуре, помещают в стерилизационную камеру вместе с питательными средами, подлежащими стерилизации. При достижении в камере определенной температуры порошок плавится, образуя сплав, окрашенный в цвет добавленной краски, или плавящиеся вещества приобретают иное состояние –– из кристаллического, переходят в аморфное со спонтанным изменением окраски, или только плавятся (табл.4).

Более надежным методом контроля эффективности стерилизации является применение биоиндикаторов. Для проведения такого контроля в стерилизационную камеру, одновременно со средами, подлежащими стерилизации, помещают биотесты –– пробирки с полосками марли или фильтровальной бумаги, зараженные микроорганизмами с известной устойчивостью к температурным воздействиям. Обычно для этой цели используют бактерии рода Bacillus –– B. subtilis или B.stearothermophilus. После окончания стерилизации биотесты направляют в лабораторию, где пробирку с биотестом заливают сахарным бульоном и посевы инкубируют 48 ч при 37 о С. При наличии визуального роста готовят мазки для идентификации культуры.

Для контроля стерильности питательные среды после стерилизации помещают в термостат при 37 о С на 5 сут. Жидкие среды должны оставаться прозрачными, а на поверхности и в толще агаризованных сред не должны появляться признаки роста. Кроме контроля стерильности, производят химический контроль готовых сред, для чего в нескольких образцах каждой серии определяют рН, количество общего и аминного азота, хлоридов и др.

Кроме того, каждая среда должна пройти биологический контроль. Для этого несколько образцов среды засевают лабораторной культурой того микроорганизма, для которого приготовлена среда, и изучают характер его роста. Только после всех видов контроля среды можно использовать по назначению.

Стерилизация текучим паром применяется для стерилизации сред, содержащих вещества, разлагающихся при температуре выше 100 о С (аммиачные соли, молоко, желатин, картофель, некоторые углеводы). Стерилизацию проводят в автоклаве при открытом спускном кране и незавинченной крышке или в аппарате Коха. Флаконы или колбы со средой загружают в камеру неплотно, чтобы обеспечить возможность наибольшего контакта их с паром. Началом стерилизации считается время с момента закипания воды и поступления пара в стерилизационную камеру. Обработку питательных сред текучим паром проводят по 15 – 30 минут ежедневно в течение 3 дней подряд. При первой стерилизации погибают вегетативные формы микроорганизмов, некоторые споры при этом сохраняются и прорастают в вегетативные особи в процессе хранения питательных сред при комнатной температуре. Последующая стерилизация достаточно надежно обеспечивает стерильность среды.

Тиндализация –– дробная стерилизация с применением температуры ниже 100 о С, предложенная Тиндалем. Тиндализация применяется для стерилизации питательных сред, имеющих в своем составе вещества, легко разрушающиеся при высокой температуре (сыворотки, витамины).

Прогревание стерилизуемой питательной среды производят в водяной бане, снабженной терморегулятором, по часу, при температуре 60 – 65 о С в течение 5 дней или при 70 – 80 о С в течение 3 дней.

В промежутках между прогреваниями среды выдерживают при температуре 25 – 37 о С для прорастания спор в вегетативные формы, которые погибают при последующих прогреваниях.

Следует учитывать, что эффективность тиндализации, как и в ряде случаев стерилизации текучим паром, зависит от того, прорастают ли споры. Поэтому она не достигает цели, если споры находятся в среде, непригодной для роста или содержащей ингибиторы, или если среда в промежутках между нагревами инкубируется при температуре, неблагоприятной для прорастания спор.

Холодная стерилизация. Основными способами холодной стерилизации являются различные типы фильтрования и облучения. Такой стерилизации подвергают растворы веществ, которые при нагревании разрушаются или существенно изменяют свои свойства. К ним относятся многие витамины, антибиотики, ферменты, сыворотки, лекарственные препараты и др.

Для стерилизации фильтрованием используют фильтры, изготовляемые из материалов с различными физико-химическими свойствами, пропускной и адсорбционной способностями.

В микробиологической практике наиболее широко применяются фильтры мембранные, асбестовые (фильтры Зейца), фарфоровые (фильтры-свечи) и стеклянные различных конструкций.

Область применения фильтров определяется, главным образом, диаметром их пор. О пригодности фильтра для стерилизации судят не только по имеющемуся на нем индексу, но и путем предварительной (контрольной) фильтрации через него суспензии относительно небольших бактерий, например, P.aeruginosa, P.diminuta, S. marcescens.

Мембранные фильтры представляют собой диски различного диаметра и толщиной 0,1 – 0,5 мм, изготовляемые из ацетата целлюлозы и нитроцеллюлозы, ацетилцеллюлозы, полиамида и различающиеся по диаметру пор.

Для стерилизации могут использоваться отечественные фильтры марок МФА-МА. МФА-А

с размерами пор от 0,20 до 0,45 мкм. Известная фирма «Миллипор» (Франция) выпускает фильтры

с диаметром пор от 0,01 до 14,0 мкм; фирма «Синпор» (Чехословакия) –– от 0,02 до 1,0 мкм.

Мембранные фильтры с диаметром пор 0,1 мкм и меньше называются ультрафильтрами и используются для выделения вирусов и высокомолекулярных белков.

К достоинствам мембранных фильтров относится сравнительно высокая скорость фильтрования и малая адсорбционная способность (способность задерживать кроме клеток различные вещества), а основным недостатком –– непригодность для длительного фильтрования, т.к. сравнительно быстро закупориваются поры. Так, при диаметре фильтра 35 мм возможно простерилизовать в среднем 10 мл раствора. Мембранные фильтры используют однократно.

Асбестовые фильтры известны под названием фильтров Зейца. Их изготавливают из смеси асбеста с целлюлозой в виде плотных пластинок различной толщины (от 4 до 6 мм) и диаметра (от 35 до 140 мм). Размер пор от 0,8 до 1,8 мкм.

Плотность фильтров обозначается индексами, указанными на фильтрах (табл.5).

Асбестовые фильтры дешевы, доступны, характеризуются высокой емкостью поглощения. Однако следует учитывать, что в процессе фильтрования из этих фильтров в фильтрат могут выделяться щелочи, соли щелочных металлов, а иногда и соли железа, они способны адсорбировать различные вещества из фильтруемой жидкости.

Асбестовые фильтры, как и мембранные, используются однократно.

Стеклянные фильтры представляют собой двуслойные диски из мелкопористого стекла, впаянные в стеклянные воронки-держатели разной формы. Особенно широко известны фильтры Нутча и Бюхнера.

Наибольший размер пор у стеклянных фильтров –– 200 – 400 мкм, наименьший –– 1 – 1,5 мкм. Для стерилизации используются фильтры с диаметром пор, не превышающим

В отличие от асбестовых, они обладают меньшей адсорбционной способностью, не загрязняют фильтрат.

Из-за нестандартности размеров пор фильтры из стекла перед употреблением должны быть проверены на стерилизующий эффект, а перед повторным использованием необходима их специальная и весьма длительная обработка.

Фарфоровые фильтры. известные как свечи Шамберлана, Беркефельда, изготавливают из фарфора, кремнезема, каолина с примесью песка и с порами разного размера, и обозначаемые марками L 1. L 2 ……L 13 (чем крупнее поры, тем меньше индекс). Для бактериологических целей, как правило, используют свечи марок L 5 -L 7.

Основные недостатки свечей –– непрочность, низкая скорость фильтрации, быстрая закупорка пор и сложность (или невозможность) регенерации. К тому же механизмом их фильтрующего действия является адсорбция.

Стерилизацию питательных сред или растворов отдельных их компонентов проводят под вакуумом, который создают вакуумным или водоструйным насосом.

Летальное действие на клетки микроорганизмов оказывают многие виды излучений –– ультрафиолетовое, рентгеновские лучи, ?-, ?- и ?- лучи радиоактивных элементов и другие.

Чувствительность микроорганизмов к облучению зависит от очень многих факторов –– источника излучений, времени экспозиции, вида микроорганизма, его концентрации и физиологического состояния, состава среды, в которой он находится, и многое другое.

В целях стерилизации используют УФ-облучение с длиной волны 254 нм, однако, его применение ограничено из-за малой проникающей способности. От УФ-лучей микроорганизмы могут быть защищены органическими веществами, пылью, стеклом или другим покрытием, в то время как воздействие на микробные клетки должно быть непосредственным и продолжительным. В силу этого ультрафиолетовые лучи применяют для облучения биологических жидкостей в тонком слое, например, крови, плазмы, вакцин для уничтожения вирусов, но, главным образом, для стерилизации воздуха закрытых помещений, поверхностей, лабораторного оборудования, потолков, стен и полов.

Высокой проникающей способностью и мощностью обладают гамма-лучи, обеспечивающие стерилизующее действие в короткий промежуток времени. Эти лучи проникают через бумагу, дерево, стекло, ряд металлов и другие материалы, вызывая гибель микроорганизмов. Они могут быть использованы для стерилизации жидких и плотных питательных сред, различных биологических жидкостей и растворов. Однако, в связи со специфическими требованиями по

технике безопасности работы с источниками этих излучений, а также высокой стоимостью, они используются в практике работы только крупных предприятий.

ГЛАВА 6. БАЗОВЫЕ ПИТАТЕЛЬНЫЕ СРЕДЫ (питательные среды общего назначения)

К базовым питательным средам (или средам общего назначения) относятся многие обогащенные и сложные по составу среды, поддерживающие рост микроорганизмов различных систематических групп. Они широко используются почти во всех областях микробиологии (медицинской, почвенной, промышленной, водной и т.д.) для выделения, культивирования, хранения и идентификации микроорганизмов.

Основными питательными компонентами этих сред являются различные продукты, получаемые из мяса крупного и мелкого рогатого скота, казеина, растительных белков.

Наиболее широко используются среды, изготавливаемые на основе мясной воды –– мясопептонный бульон (МПБ) и мясо-пептонный агар (МПА) и их различные модификации. Источником азота в этих средах служат органические соединения мясной воды, продукты расщепления белков –– пептоны, смесь полипептидов, аминокислот.

Мясо-пептонный агар принадлежит к числу наиболее применяемых и длительно используемых питательных сред при работе с микроорганизмами. Эта среда известна более 80 лет и до сих пор остается базовой средой, используемой в клинической микробиологии (причем в разных странах мира) с целью посева, культивирования и последующей идентификации таких микроорганизмов как стафилококки, цепочковые кокки (при условии добавления в среды сыворотки или крови), вся группа кишечных бактерий, палочка сине-зеленого гноя. В англоязычных странах среда известна как Beef EXTRACT AGAR. Среда имеет следующий состав:

В мясо-пептонном бульоне содержится (в %, масс): общий азот –– не менее 0,4, аминный азот аминокислот и низших пептидов –– не менее 0,09, пептоны –– не менее 2,7, сухое вещество –– 3,0 – 3,4, белки –– не более 0,5.

В отечественной практике в качестве аналогов сред МПА и МПБ нашли применение сухие питательные среды: сухой питательный агар (СПА) и ГРМ-агар, получаемые с использованием гидролизата кильки (в случае СПА) или гидролизата рыбной муки (в случае ГРМ-агара).

Вместе с тем, вся технология приготовления «классического» МПА основана на использовании мяса продукта крупного рогатого скота, поэтому СПА и ГРМ-агар, строго говоря, не являются МПА в классическом понимании –– это его более или менее удачные заменители. Однако, очевидно, что с экономической точки зрения питательные среды на основе ГРМ и гидролизата кильки имеют несомненное преимущество. Поэтому «мясной» и «рыбный» варианты МПА не противоречат, а удачно дополняют друг друга.

Многие общеупотребительные питательные среды готовятся на основе ферментативных гидролизатов мяса. Гидролизаты, полученные с помощью пепсина, относятся к пептонам. Так, хорошо известен пептон по Рамону, для приготовления которого используют вареное измельченное мясо (отход при производстве мясной воды) и свиные желудки.

Другим известным пептическим переваром является пептон Мартена, получаемый при гидролизе свиных желудков в кислых условиях и применяемый для культивирования самых различных микроорганизмов (в том числе патогенных). На его основе готовят бульон и агар Мартена, имеющие следующий состав:

При добавлении в бульон Мартена агара в количестве 25 г на литр, получается агар Мартена.

Панкреатические гидролизаты мяса по Хоттингеру встречаются также под названиями панкреатический перевар мяса, триптический перевар мяса, триптон и используются для приготовления бульона и агара Хоттингера. По сравнению с мясо-пептонным бульоном, в который вводят обычно нестандартный компонент пептон, состав гидролизата мяса более постоянен, а по содержанию пептонов более однороден. Бульон Хоттингера имеет следующий состав.

Гидролизат мяса, разведенный дистиллированной водой до 1 литра

с содержанием общего азота

и аминного азота

Для приготовления агара Хоттингера к смеси компонентов для получения бульона Хоттингера добавляют агар-агар в количестве 1,5 – 2,0%, рН 7,4 – 7,6.

Ферментативный гидролизат мяса выпускают в сухом виде. Энзиматический перевар мяса (перевар Хоттингера) встречается в каталогах фирм под названием Myosate, Proteosopeptone и др. а панкреатический гидролизат, полученный из мышц сердца, под названием bio-Myotone и др.

Кроме мяса и его производных в производстве питательных сред широко используется казеин и продукты его гидролиза (как ферментативного, так и кислотного), которые являются одним из полноценных видов сырья и содержат все основные аминокислоты и витамины, в том числе и те, которые отсутствуют в мясе и продуктах его переработки.

Так, из панкреатического гидролизата казеина готовят казеиновый бульон и агар с глюкозой, имеющий следующий состав (дано на литр):

Панкреатический гидролизат казеина

Содержание в бульоне аминного азота –– 80 – 100 мг%, хлоридов –– 0,5 – 0,6%. Казеиновый агар имеет такой же состав, как и бульон, но содержит 1 – 2% агара.

В качестве основ для приготовления питательных сред используют растительные виды сырья. Особенно широкое применение для приготовления питательных сред за рубежом получили среды, приготовленные на основе продуктов гидролиза сои, поскольку при гидролизе сои образуются аминокислоты, сходные по составу с аминокислотами животных белков.

Так, для культивирования аэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов (а также некоторых грибов) в мировой практике широко используется триптиказо-соевый бульон. имеющий следующий состав (дано на литр).

Панкреатический перевар казеина

Папаиновый гидролизат соевой муки

Кроме классического варианта триптиказо-соевого бульона существует множество его модификаций. Например, триптиказо-соевый бульон с лошадиной сывороткой в количестве 100 мл на литр.

Триптиказо-соевый бульон с кровью человека в количестве 5,0 мл на литр среды.

Для культивирования и хранения Bacillus megaterium используется триптиказо-соевый бульон с неомицином (дано на литр).

Панкреатический перевар казеина

Папаиновый гидролизат соевой муки

Раствор неомицина (на 10,0 мл):

В клинической практике триптиказо-соевый бульон рекомендован некоторыми авторами для выделения микроорганизмов из крови. В этом случае перед стерилизацией бульона в него добавляют антикоагулянт –– натрия цитрат.

Триптиказо-соевый агар. содержащий 2 вида пептона, обеспечивает рост широкого круга микроорганизмов –– аэробов и анаэробов (последних в случае инкубации в анаэробных условиях). Состав среды (на литр).

Панкреатический перевар казеина

Гидролизат соевой муки

Эта среда может быть также использована как основа для агара с кровью (с добавлением 7% стерильной крови) и «шоколадного» агара. Существует большое число вариантов этой среды с добавлением углеводов, крови, сыворотки, секлективных веществ.

ГЛАВА 7. ТРАНСПОРТНЫЕ СРЕДЫ

Сохранение жизнеспособности микроорганизмов в период от момента взятия биоматериала до посева является важной и, зачастую, сложной задачей. Проблема является актуальной для всех микробиологических служб мира и отечественная не является исключением, поскольку в большинстве случаев время от момента взятия материала до начала исследования лимитировано. Так, по требованиям Американской ассоциации микробиологов, образцы для исследования должны быть переданы на посев не позднее, чем через 2 часа после забора. Если посев невозможен, то срок транспортировки и хранения в зависимости от вида материала и вероятного микроба при соблюдении определенных условий могут быть увеличены, но не более, чем до суток. Одним из приемов, содействующих сохранению микрофлоры, причем не только при отсрочке посева, но и сразу же при взятии биоматериала, является применение специальных

транспортных систем. содержащих транспортные питательные среды.

Использование для транспортировки многих образцов биоматериала (гной, кишечное содержимое и т.п.) обычных питательных сред является, зачастую, серьезной ошибкой, поскольку в них идет быстрое размножение менее требовательных сапрофитных микроорганизмов. Физиологический раствор, который часто применяют для этой цели, не обеспечивает поддержания

стабильных уровней редокс–потенциала и рН, а это, в свою очередь, существенно ограничивает жизнеспособность многих патогенных бактерий.

В настоящее время в клинике в качестве транспортных сред (консервантов) используются различные по составу композиции с разной степенью питательной ценности. Использование той или иной их них определяется соответствующими инструкциями, методическими рекомендациями и указаниями, в том числе утвержденными Минздравом РФ.

Это могут быть буферные растворы, содержащие только минеральные соли –– изотонический раствор хлорида натрия или фосфатно-буферный раствор, а также консерванты, содержащие органические вещества –– буферно-глицериновый солевой раствор, глицериновый консервант, 0,15%-ная пептонная вода, буферно-казеиново-дрожжевая среда.

Состав этих композиций следующий:

Так для транспортировки энтеробактерий в качестве консервантов рекомендуется использовать физиологический раствор, глицериновый и фосфатно-буферный растворы. Инструкция по лабораторной диагностике кампилобактериоза предусматривает использование для этих целей, кроме физиологического раствора, 0,1%-ную пептонную воду (от 3 до 48 ч.) или тиогликолевую среду для контроля стерильности (до 3 суток).

Следует отметить, что охлаждение до 4 о С позволяет значительно удлинить сроки транспортировки образцов на этих средах: в физиологическом растворе –– до 24 часов, в 0,1% пептонной воде –– до 72 часов и на тиогликолевой среде для контроля стерильности –– до 5 – 7 суток. При исследовании материала на наличие иерсиний глицериновые консерванты не пригодны. В этом случае исследуемый материал хранят при 4 – 8 о С 7 – 15 дней в фосфатно-буферном растворе или буферно-казеиново-дрожжевой среде.

Известно несколько десятков сред, которые потенциально могут быть использованы как транспортные. Однако большинство из них не отвечают одному из двух обязательных требований, которые и определяют пригодность среды именно как транспортной. Транспортная среда, с

одной стороны, должна обеспечивать сохранение жизнеспособности микроорганизма,